Помощничек
Главная | Обратная связь


Археология
Архитектура
Астрономия
Аудит
Биология
Ботаника
Бухгалтерский учёт
Войное дело
Генетика
География
Геология
Дизайн
Искусство
История
Кино
Кулинария
Культура
Литература
Математика
Медицина
Металлургия
Мифология
Музыка
Психология
Религия
Спорт
Строительство
Техника
Транспорт
Туризм
Усадьба
Физика
Фотография
Химия
Экология
Электричество
Электроника
Энергетика

Сбор, хранение, гербаризация и изучение водорослей



В период летней учебной практики большое значение придается знакомству с разнообразием водорослей, поэтому основное внимание уделяется методам отбора качественных проб, которые дают представление о систематическом составе этих организмов в различных биотопах, в тех или иных экологических группах.

Изучение водорослей любого водоема начинается с его описания. В полевой дневник желательно занести следующие данные:

1) название и географическое положение водоема;

2) определение типа водоема (озеро, пруд и т. д.);

3) особенности гидрологического режима (скорость течения, колебания уровня воды и т.д.);

4) морфометрические данные (глубина, ширина, длина, площадь, форма);

5) характеристика дна (песчаное, глинистое, каменистое, степень заиленности);

6) описание берега и покрывающей его растительности;

7) анализ высшей водной растительности (видовой состав, количественное

развитие и т.д.);

8) данные о цветности, прозрачности, рН воды, температуре воды и воздуха.

Описание сопровождают схематическим рисунком исследуемого водоема, ориентированного по сторонам света, с указанием мест отбора проб. В дневнике обязательно фиксируются дата сбора проб и их перечень с соответствующей нумерацией. При отборе проб предполагается наиболее полный охват разнообразных биотопов водоема. В случае стационарных исследований пробы собирают на постоянных станциях, что позволяет отмечать изменения, наблюдаемые за период исследования.

В большинстве водоемов водоросли населяют три основных биотопа — толщу воды (планктонные организмы), дно (бентосные организмы), поверхность разнообразных погруженных в воду субстратов: стеблей и листьев высших водных растений, талломов крупных водорослей, раковин моллюсков, камней, ветвей, бревен, свай мостов и т.д. (обрастания). Существующие методы сбора водорослей различны в этих биотопах.

Методы сбора проб фитопланктона. При изучении водорослей планктона, как правило, применяют методы предварительного концентрирования микроорганизмов, обитающих в толще воды. Для этого используют специальные орудия лова.

Из них наибольшее значение имеет планктонная сеть . Она состоит из металлического кольца, к которому пришит конический мешок — главная часть сети. Конус делают из специальной шелковой или капроновой ткани — «мельничного сита», или так называемого «мельничного газа». Для сбора фитопланктона применяют наиболее плотные, с очень мелкими отверстиями сорта мельничного сита, главным образом сито №77, имеющее 5929 ячей на 1 см2. Конусовидный мешок прикрепляют к стаканчику с выводной трубкой, закрытой краном или зажимом.

Лов фитопланктона можно осуществлять с берега водоема, с причала, на крупных водоемах — с движущейся лодки, при этом рекомендуется тянуть планктонную сеть на веревке за лодкой в течение 5-10 мин. При сборе планктона поверхностных слоев воды планктонную сеть опускают в воду так, чтобы верхнее отверстие сети находилось на расстоянии 5-10 см над поверхностью воды. С берега закидывают сеть в воду 10-20 раз. Литровой кружкой черпают воду из поверхностного слоя (до 15- 20 см глубины) и выливают ее в сеть, отфильтровывая таким образом 50-100 л воды. Эти приемы направлены на то, чтобы получить пробы, наиболее насыщенные водорослями (концентрированные пробы дают более точно представление о качественном составе планктона). Сконцентрированную таким образом пробу планктона, находящуюся в стаканчике сети, сливают через выводную трубку в заранее приготовленную чистую емкость.

Перед началом и после окончания сбора проб сеть необходимо тщательно прополоскать, закончив работу — высушить. Планктонную сеть желательно хранить в специальном чехле.

Очень мелкие водоросли проходят через отверстия мельничного сита, и поэтому их нельзя уловить планктонной сетью. В таких случаях используют осадочный метод. Значительный объем исследуемой воды фиксируют формалином до слабого запаха и отстаивают в темном месте в течение 15-20 сут. Затем средний слой воды отсасывают при помощи стеклянной трубки, один конец которой затянут мельничным ситом № 77 в несколько слоев, а второй соединен с резиновым шлангом. Отсасывать средний слой воды следует очень медленно и осторожно, чтобы не взболтать осадок и не засосать поверхностный слой. Сгущенную таким образом пробу взбалтывают и, измерив объем, переносят в сосуд.

Принципиальных различий в отборе проб фитопланктона в море или в континентальном водоеме нет, разница может заключаться лишь в размерах орудий лова.

Плавающие на поверхности водоема скопления водорослей в виде длинных тяжей — так называемая «тина», различного цвета «лепешек», пенящихся масс могут быть собраны руками или при помощи шеста или палки, найденной на берегу водоема, ложки или специального сачка из мельничного сита.

Методы сбора проб фитобентоса. Методы отбора проб фитобентоса предусматривают сбор водорослей, обитающих на поверхности донных грунтов, в их толще (глубиной до 1 см) и в специфическом придонном слое воды толщиной 2-3 см. На мелководье самый простой способ отбора пробы — это опускание на дно обычной ложки или пробирки и аккуратный подъем на поверхность некоторого количества донного грунта с заметным налетом или тонкой пленкой водорослей. Отбор проб может быть осуществлен и при помощи сифона — резинового шланга со стеклянными трубками на концах, в который засасывают наилок. На больших глубинах качественные пробы отбирают с помощью ведерка или стакана, прикрепленного к палке, грабельками, «кошками».

Методы сбора проб обрастаний. Галька, щебень, камни, стебли и листья высших водных растений, талломы крупных водорослей — макрофитов, раковины моллюсков, старая листва, деревянные и бетонированные поверхности различных гидротехнических сооружений и другие субстраты, находящиеся под водой, активно покрываются разнообразными водорослями. Их скопления имеют вид слизистых налетов, рыхлых или кожистых пленок, тяжей разного цвета.

Скопления водорослей с поверхности разнообразных подводных предметов снимают с помощью обычного ножа или специального скребка и ложки. При таком отборе материала неизбежны потери, так как часть организмов повреждается (например, органы прикрепления водорослей к субстрату разрушаются) или уносится токами воды. Во избежание этого собирать водоросли лучше вместе с субстратом, который полностью или частично аккуратно извлекают на поверхность воды. Извлеченный полностью субстрат или его фрагмент вместе с водорослями помещают в приготовленный для пробы сосуд и заливают небольшим количеством воды из исследуемого водоема.

В прибрежных частях водоемов, пробы часто собирают, отжимая рукой водные растения, старые листья, находящиеся в воде, прямо в емкость для сбора проб. Выжимки дают представление о водорослях-обрастателях различных субстратов, о планктонных водорослях, которые оседают на скоплениях растений, и о некоторых донных формах, поднимаемых токами воды.

Этикетирование и фиксация проб водорослей. Весь собранный материал желательно разделить на две части с целью дальнейшего изучения водорослей в живом и фиксированном состоянии.

Живой материал помещают в стерильные стеклянные сосуды, пробирки, колбы, баночки, закрытые ватно-марлевыми пробками, не заполняя их доверху. Для предохранения водорослей от вредного воздействия колебаний температуры и от перегрева пробы упаковывают во влажную оберточную бумагу и помещают в ящики или ручной холодильник (если есть возможность, в стационарный холодильник). Периодически пробы распаковывают и помещают на рассеянный дневной свет для поддержания фотосинтеза и обогащения кислородом. В дальнейшем сохраненные таким способом пробы могут быть использованы и для получения лабораторных культур водорослей. Однако, несмотря на все предосторожности, не весь собранный материал удается сохранить, поэтому для работы с живым материалом более благоприятны кратковременные экскурсионные выезды, а не продолжительные экспедиции.

Материал для фиксации помещают в чисто вымытую и высушенную стеклянную или пластмассовую посуду (пробирки, бутылки, баночки), плотно закрытую резиновыми или корковыми пробками. Водные пробы в экспедиционных условиях обычно фиксируют формалином, который хорошо сохраняет форму клетки, но может искажать ее содержимое. Для фиксации используют 4%-ный раствор формалина. Такой раствор получается, если к водной пробе объемом 90 мл добавляют 10 мл 40%-ного формалина (приблизительно 20 капель на 10 мл пробы либо 200 капель на 100 мл) и хорошо взбалтывают. Можно, не измеряя объема жидкости, приложить к сосуду, в котором находятся водоросли, сантиметровую линейку и на каждые 9 ее делений доливать по 1 делению 40%-ного формалина. Для сохранения зеленой окраски в пробе, зафиксированной формалином, в банку можно добавить немного крепкого раствора медного купороса до появления голубой окраски жидкости. Окраска водорослей лучше сохранится, если материал хранить в темноте или в темных (коричневых) стеклянных банках. Для фиксации проб можно использовать раствор йода с йодистым калием (10 г йодистого калия растворяют в 100 мл воды, добавляют 3 г кристаллического йода и еще 100 мл воды, встряхивают до полного растворения кристаллов, хранят в темной склянке в течение нескольких месяцев). В экстренных ситуациях можно использовать раствор Люголя, продаваемый в аптеках.

Для длительного хранения (чтобы не допустить высыхания проб) горлышко емкости с пробкой сверху оборачивают полиэтиленовой пленкой и плотно прижимают резиновым кольцом либо заматывают и завязывают лентой, ниткой или любым другим подручным материалом.

Герметически закупоренные фиксированные пробы можно хранить в темном месте (идеально в темном прохладном помещении) в течение длительного времени (годами и даже десятилетиями).

Все собранные пробы снабжаются этикетками. Они заполняются простым карандашом или не смываемой водой пастой; указывают номер пробы, место сбора, биотоп, способ сбора, субстрат, дату, фамилию коллектора (сборщика).

Гербаризация. Это один из методов фиксации растений, позволяющий изучать их в любое время года, из разных регионов. Для проведения гербаризации водорослей необходимо снаряжение: оберточная, фильтровальная или газетная бумага, плотная бумага типа ватмана, марля, гербарная сетка.

Сложенный пополам лист бумаги, который служит для закладки и хранения собранных растений, называют рубашкой. В рубашки укладывают макроскопические водоросли. Между рубашками закладывают три-четыре листа бумаги — прокладки для отсасывания влаги из засушиваемых растений. Рубашки и прокладки заготавливают в таком количестве, чтобы хватило на все время сбора гербария. Заложенный материал остается в рубашке на все время сушки, прокладки же регулярно меняют.

Гербарная сетка состоит из двух деревянных рам, с натянутой металлической сеткой. Стандартные размеры сеток 45x30 см.

Существует несколько приемов гербаризации морских макроскопических водорослей. Так, экземпляр водоросли помещают в широкий сосуд (кристаллизатор, таз, кювету), под нее подводят лист плотной бумаги и поднимают постепенно из воды. Водоросль при этом следует осторожно расправить (например, препаровальной иглой расправить боковые веточки, чтобы они не накладывались одна на другую), слить лишнюю воду, дополнительно расправить и закрыть слоем марли. Этот плотный лист бумаги с расправленной водорослью закладывают в рубашку. Водоросли прикрепляются к листу бумаги своей слизью.

В каждую рубашку закладывают полевую, или черновую, этикетку, написанную во время сбора.

При оформлении гербарного листа сведения с полевой этикетки переносят на постоянную. Однако полевую этикетку хранят как документ.

Методы лабораторного изучения водорослей. Для изучения водорослей в живом и фиксированном состоянии собранный во время экскурсии материал делят на две части.

Живой материал помещают в стеклянные сосуды – пробирки, колбы, банки и заливают водой, взятой в местах их обитания.

Материал, подлежащий фиксации, помещают в чисто вымытую и высушенную стеклянную посуду (пробирки, колбы, банки с притертыми пробками). Водные пробы фиксируют 40%-ным формальдегидом, приливая его в количестве 0,1 от объема собранной пробы.

Водоросли, находящиеся на твердом субстрате, заливают 4%-ным раствором формальдегида. Для приготовления 4% формалина одну часть 40% формалина растворяют в 10 частях воды. Консервирующая жидкость по объему не должна превышать консервируемые водоросли.

Макроводоросли (представителей харовых, энтероморфу и др .) можно закладывать в гербарий, для чего следует тщательно отмыть водоросли чистой водой, промокнуть гигроскопичной бумагой и поместить в гербарную сетку.

Прокладки в таком гербарии необходимо сменять очень часто, не менее двух раз в день.

Для определения водорослей требуется микроскоп, предметные и покровные стекла, препаровальные иглы, стеклянные пипетки, вода, определители.

Схема анализа водорослей

1. Размер водоросли (микро-, макроскопическая).

2. Организация таллома (одно-, многоклеточная, колониальная, неклеточная).

3. Структура таллома (монадная, коккоидная и т.д.)

4. Цвет таллома.

5. Форма и размеры клеток.

6. Строение оболочки (сплошная, с колпачками, двухстворчатая, скульптура створок, наличие шва).

7. Форма, количество и положение хроматофоров.

8. Количество ядер и их положение в клетке (боковое, центральное, в цитоплазменном мостике).

9. Наличие пиреноидов и их положение.

10. Способы бесполого и полового размножения.

11. Строение органов бесполого и полового размножения.

12. Места нахождения и обитания.

После анализа и определения водорослей полевые этикетки заменяют постоянными, включая в них латинское название объекта.

СТРУКТУРА ОТЧЕТА

Отчет по выполнению учебно-полевой практики по ботанике с основами гидроботаники должен быть содержательным, хорошо оформленным, дополненным иллюстрациями. Выполняется на бумаге стандартного формата А-4 на одной стороне листа, которые сшиваются в папке–скоросшивателе или помещаются в папку с файлами. Общий объем работы по каждой теме должен быть не менее 7-10 страниц рукописного текста (без приложений).

Структура отчета:

1. Титульный лист.

2. Цели и задачи практики.

3. Место проведения.

4. Оборудование и инвентарь для проведения практики.

5. Описание результатов практики по записям полевого дневника в соответствии с индивидуальным заданием

6. Приложения.

7. Использованная литература.

Отчет должен иметь титульный лист установленного образца, тема индивидуального задания, Ф.И.О. руководителя практики и студентов, выполняющих данный отчет, а также дату и место выполнения данной работы

 




©2015 studenchik.ru Все права принадлежат авторам размещенных материалов.